A：
一般情况下AAV可以通过两种方式递送到目的脏器或者组织:一是系统性给药方式，比如静脉注射，是通过血液循环递送到全身各处，但这种方法对肝脏感染效果很好，对其他组织和脏器效果欠佳;二是局部给药，比如脑立体定位注射肌肉注射，心肌注射等，这种方法可以比较高效地感染局部组织，特异性好，免疫原性更小。
A：
AAV属于单链DNA病毒，感染到胞内需要形成双链形式的附加体才能进行基因表达。所以，一般情况下建议病毒注射3-4周以后再检测基因表达情况比较稳妥。在1-2周的时候即使有表达表达量通常也比较低，不建议过早处死动物检测。
A：
理论上，现有的病毒载体可以在任何条件下高效感染任何靶细胞。其依据是，病毒载体高效感染细胞主要受三个参数影响：（1）细胞特性：分裂和非分裂细胞、体内所处环境是否存在血脑屏障等阻碍。（2）细胞种类：不同组织细胞。虽然不同载体对不同组织细胞的侵染有倾向性，但可以通过改造病毒载体上决定表面糖蛋白的序列，从而满足不同细胞类型的侵染需求。（3）病毒载体的滴度。 不同病毒其滴度会不同，此外，病毒滴度还受包装片段的特性影响，包括插入片段的毒性和大小。
A：
部分质粒载体的启动子所含GC含量比较高，所以进入动物体内后，细胞会启动表观遗传学信号通路，对其进行甲基化修饰或者在染色体整合位点进行去乙酰化修饰，从而抑制基因的表达。体外细胞的病毒载体转导偶尔发生类似修饰，但比较罕见。所以，针对体内动物实验，尤其是利用病毒载体制备转基因或者基因敲除、 RNA干扰小鼠等，需要选择恰当的启动子才能表达外源插入片段
Q：
做病毒包装实验时，有时候做出来的病毒滴度很低，甚至不出毒，稳定性很差，为什么？
A：
病毒包装涉及多个操作步骤，有几个方面需要注意：1）不使用来源不清的质粒，尽量使用成熟稳定的商业化载体系统；2）细胞培养和细胞转染时，需注意细胞密度是否适中和出毒期间细胞的活力；3）按操作说明进行转染，注意排查质粒抽提纯化的异常情况以及目的基因的大小、序列和蛋白功能等情况是否对病毒包装产生影响。
A：
AAV的总包装容量是4.7 kb，载体中ITRs（两个ITR共290 bp）+hCMV（约750 bp）+polyA（约150 bp）约1200bp，所以如果用AAV包装载体，目的基因长度要求不超过3.5 kb。相对应慢病毒目的基因长度不超过5kb，腺病毒载体目的基因长度要求不超过8kb。
